Список сокращений


Источники погрешностей на преаналитическом этапе внутри лаборатории



страница9/17
Дата27.04.2016
Размер2.74 Mb.
ТипУчебное пособие
1   ...   5   6   7   8   9   10   11   12   ...   17

3.4. Источники погрешностей на преаналитическом этапе внутри лаборатории

3.4.1. Хранение


Одним из основных факторов, определяющих график работы лаборатории, а также возможность транспортировки и хранения проб является устойчивость аналитов

Устойчивость - это время, в течение которого первоначальное содержание (концен­трация, активность и т.д.) аналита в пробе не изменяется при хранении пробы в строго определенных условиях. Количественно устойчивость выражают временем, на протяжении которого первичная концентрация аналита не изменится более чем на 1/12 референсного интервала. Референсный интервал – интервал сравнения, область нормальных значений - диапазон значений определяемого показателя у здоровых лиц. Именно этот параметр и отражается в справочных таблицах (Долгов В.В., 1997).

При пользовании такими таблицами следует иметь в виду, что в них приводится максимально возможное время для транспортировки и хранения биологического материала в стерильном, плотно закрытом контейнере. При нестерильном взятии биожидкостей и хранении в открытых пробирках использование этих данных неправомочно.

В ходе проведения исследований и их интерпретации важно иметь в виду возможность изменения концентрации веществ при хранении пробы. Так, при отсутствии антигликолитического стабилизатора среднее снижение кон­центрации глюкозы в цельной крови в течение суток при комнатной температу­ре составляет 50% от исходной. Поэтому, для измерения концентрации глюкозы необходимо наличие опреде­ленного количества антигликолитического стабилизатора в исследуемой пробе крови.

После добавки NaF (от 2 до 10 мг/мл крови) при комнатной температуре первоначальная концентрация глюкозы снижается приблизительно на 0,5 ммоль/л в первые 3 часа и затем остается стабильной не менее 3 суток. Использование смеси NaF и маннозы (по 2 мг/ мл крови) позволяет сохра­нить исходную концентрацию глюкозы в течение 3-х суток неизменной (без на­чального снижения).

Возможные варианты применения стабилизаторов глюкозы:



  • фторид натрия (NaF в концентрации от 6 до 10 мг/мл цельной крови);

  • монойодацетат (2 мг/мл цельной крови);

  • фторид натрия (2 мг/мл) совместно с оксалатом калия (5 мг/мл цельной крови).

Перечисленные выше стабилизаторы используются при исследованиях методом «мокрой химии». В том случае, если измерение глюкозы проводится с помощью глюкометра, использование антигликолитических добавок недопустимо. В этом случае исследование долж­но быть выполнено немедленно, непосредственно на месте взятия крови.

Для большинства исследований до момента центрифугирования кровь должна храниться при комнатной температуре. При хранении материала в холодильнике происходит замедление свертывания крови и образования сгустка. Как показывает опыт работы, без добавления активатора сгустка при температуре 20 - 25 оС время свертывания крови составляет 1 - 1,5 часа (с учетом случаев замедления этого процесса при патологии). Поэтому, чтобы гарантировать свертывание крови и получение сыворотки в более короткие сроки используют активатор свертывания. Такие пробирки следует центрифугировать не ранее чем через 30 минут после взятия материала.

При необходимости длительного хранения материала удобно пользоваться вакутейнерами с разделяющим гелем. В этих пробирках инертный гель находится на дне пробирки. Масса этого вещества меньше массы кровяного сгустка и больше массы сыворотки. Во время центрифугирования гель поднимается вверх и формирует стабильный барьер, отделяющий сыворотку от фибрина и форменных элементов крови. Гель обеспечивает разделение сыворотки и сгустка до 48 часов без повторного центрифугирования. Пробирки с сепарирующим гелем следует центрифугировать не позднее, чем через 2 часа после взятия крови.

3.4.2. Центрифугирование


На этапе подготовки материала для анализа решающую роль играют условия центрифугирования.

В ходе этого процесса нужно убедиться, что пробирки вставлены в ротор таким образом, чтобы крышка не опиралась на стенки стакана центрифуги, иначе она может соскочить с пробирки.

Величину центробежного ускорения, воздействующего в области дна центри­фугируемой пробирки, принято определять, как величину кратную ускорению свободно­го падения (g) и обычно обозначают ОЦУ (относительное центробежное ускорение или число g), которое можно рассчитать по формуле:

ОЦУ = 1,118 * 10-5 * r * n2, где

ОЦУ определяет во сколько раз центробежное ускорение у дна пробирки больше, чем ускорение свободного падения g (g = 9,81 м сек.2);

r - радиус (в см) от середи­ны ротора до дна центрифугируемой пробирки на максимальном расстоянии от нее (при ее горизонтальном положении);

п - число оборотов ротора центрифуги в минуту (шт.).

Производитель (поставщик) центрифуги обязан предоставить в паспорте значение данного уравнения для конкретной центрифуги. Для удобства пользователя соотношение между числом оборотов центрифуги и относительным центробежным ускорением представляют в виде графика (номограммы).

Условия центрифугирования должны определяться с учетом ОЦУ, времени и температуры центрифугирования.

Пример расчета ОЦУ


Пусть радиус ротора центрифуги – 10 см, а предполагаемое число оборотов – 3 000 в минуту, тогда

ОЦУ =1,118 * 10-5 * 10 * 3 0002 = 1,118 * 10-5 * 10 * 9 000 000 = 1,118 * 900 = 1006,2 (g)

В центрифугах с горизонтальными откидывающимися стаканами образуется более стабильный гелевый барьер, чем в центрифугах фиксированным углом наклона. Когда барьер уже сформировался, пробирки не следует центрифугировать повторно. Реологические свойства барьера зависят от температуры образца. Они могут изменяться при его охлаждении до или после центрифугирования. Чтобы реологические свойства были оптимальными и образец во время центрифугирования не перегрелся, центрифугу с охлаждением следует установить на 25С (77F).

Самое удобное время центри­фугирования стандартной человеческой крови составляет от 5 до 10 минут при 1000 - 2000 g, однако при использовании пробирок с гелем скорость центрифугирования устанавливается в соответствии с инструкцией к этим пробиркам. ОЦУ и время центрифугирования находятся в об­ратной зависимости друг к другу, т.е. при удвоении времени центрифугирования можно уменьшить ОЦУ на половину и наоборот. При подборе режима центрифугирования следует остерегаться гемоли­за. Более продолжительное время центрифугирования или же более высокое ОЦУ при том же времени центрифугирования часто, особенно у тяжелобольных пациентов, приводит к частич­ному или полному гемолизу.


3.4.3. Расчет количества материала для исследований


Важно обращать внимание на то, что бы для исследования забиралось достаточное количество материала. В настоящее время при выполнении биохимических исследований на современных анализаторах, как правило, достаточно 1 мл сыворотки или плазмы для проведения 20 исследований.

Количество собираемой крови зависит от числа запланированных анализов и требуемых для них объёмов биоматериала. Кроме того, рекомендуется брать такое количество крови, которое в 2 раза превышает минимально необходимое для анализа. Это нужно для того, чтобы можно было провести повторные исследования, а такая необходимость в лаборатории периодически возникает.

Есть и еще одна причина забирать избыточное количество биологического материала – это доназначение лабораторных исследований в рамках стандартов обследования пациентов. Так, если образец после выполнения лабораторного анализа поместить на хранение в холодильник, то в этом случае после проведения интерпретации результатов исследования и обнаружения патологических результатов можно оперативно выполнить дополнительные анализы для уточнения диагноза из уже имеющегося в лаборатории материала. Такой подход позволяет существенно ускорить постановку диагноза за счет экономии времени на повторное взятие биологического материала.

Ручные методики


Расчет минимального объема цельной крови, необходимого в случае использования вторичных пробирок для параллельного проведения лабораторных исследований, можно проводить по следующей формуле:

Vкр = 2 * (Vм1 + Vм2 * m + (Vа + Vмоп) * n),

где:

Vкр - необходимый объем забираемой крови;



2 - числовой коэффициент, соответствующий гематокриту 0,5;

V м1 - «мертвый» объем первичной пробирки с пробой (вакутейнера);

V м2 - средний «мертвый» объем вторичной пробирки, используемой в работе;

Vа - средний объем пробы, необходимый для определения концентрации или активности исследуемого аналита;

Vмоп - средний «мертвый» объем измерительной пипетки (дозатора);

n - число одновременных измерений (параллельных исследований);

m - число вторичных пробирок.
Использование лабораторной информационной системы и выполнении исследований на автоматических анализаторах позволяет более точно рассчитать необходимый объем материала. Мы опробовали в отделе лабораторной диагностики Иркутского диагностического центра и успешно применяем следующие формулы расчета объема забираемой крови.

При необходимости аликвотирования во вторичные пробирки


Vкр = 2 * (Vм1 + (1Vм + 1Vа1 + … + 1Vаn) + …+ (mVм + mVа1 + … + mVаn) + (maxVм + maxVа)),

где:


Vкр - необходимый объем забираемой крови;

2 - числовой коэффициент, соответствующий гематокриту 0,5;

Vм1 - «мертвый» объем первичной пробирки с пробой (вакутейнера);

Vаn - объем пробы, необходимый для определения концентрации или активности исследуемого аналита;

n - количество аналитов, определяемых на анализаторе;

(1Vм + mVа1 + … + mVаn) - количество сыворотки, необходимое для всех исследований на одном анализаторе.

m - количество анализаторов;

maxVм - максимальный «мертвый» объем, применяемых методик;

maxVа - объем сыворотки, который необходим для повторного анализа.

Применение первичных пробирок


В случае использования в лаборатории первичных пробирок последовательно на разных анализаторах без аликвотирования количество необходимого материала оказывается меньшим на объем мертвого пространства вторичных пробирок.

Vкр = 2 * (maxVм1 + (1Vа1 + … + 1Vаn) + …+ (mVа1 + … + mVаn) + maxVа),

где:

Vкр - необходимый объем забираемой крови;



2 - числовой коэффициент, соответствующий гематокриту 0,5;

max Vм1 - «мертвый» объем первичной пробирки с пробой (вакутейнера);

Vаn - объем пробы, необходимый для определения концентрации или активности исследуемого аналита;

n - количество аналитов, определяемых на анализаторе;

(mVа1 + … + mVаn) - количество сыворотки, необходимое для всех исследований на одном анализаторе.

m - количество анализаторов;

maxVа - объем сыворотки, который необходим для повторного анализа;

При введении этих формул в лабораторную информационную систему, последняя будет подсказывает медсестре для каждого пациента в сколько пробирок, какого объема и с какими добавками необходимо набирать кровь.


3.4.4. Выбор границ нормы для определяемых показателей


Вы, вероятно, замечали, что при исследовании одних и тех же показателей разными методами, значения будут несколько различаться. В чем же причина? Их несколько. Одна из них заключается в том, что и получаемое в ходе анализа значение концентрации аналита и границы нормы будут зависеть от выбранной методики. На представленном ниже рисунке 18 представлены примеры методзависимых значений нормы для некоторых аналитов. При этом в графе «референсные значения» находится диапазон нормы, приведенный из справочников по лабораторным методам исследования.

Как следует из этих данных, в справочные пособия попадают и обобщаются результаты исследований здорового контингента, которые получены, как правило, одним из методов клинической химии и далеко не всегда отражают зависимость от пола, возраста, физиологического состояния. Поэтому, границы нормы, приводимые в справочниках, могут использоваться, как ориентировочные, а на бланки должны вноситься границы, взятые из инструкций к реактивам (анализатору).

С другой стороны, следует иметь в виду, что концентрации аналитов различаются в зависимости от фракции крови. Эти различия можно проследить на примере определения глюкозы в плазме и цельной крови. Так концентрация глюкозы в плазме на 10-15% выше, чем в цельной крови из-за различного содержания в них воды. Однако разница может колебаться в диа­пазоне от 4 до 47% в зависимости от состояния пациента, гематокрита и дру­гих факторов.

Кроме того, концентрация глюкозы в капиллярной крови выше, чем в венозной:



  • натощак на 0,1-0,3 ммоль/л;

  • после нагрузки глюкозой (тест - толерантности глюкозы) разница может увеличиваться до 1,1 - 3,9 ммоль/л, а при резистентности к инсулину - достигать 50%).


Рис. 18. Зависимость границ нормы от метода исследования



Каталог: asld -> docs -> Obzor
Obzor -> Методические рекомендации Иркутск, 2010 ббк 53. 45+51. 1(2)28 С42 Утверждено Методическим советом игиува
docs -> Эпителиальные клетки плазматические клетки
docs -> При бронхитах в мокроте обнаруживают: кристаллы гематоидина эластические волокна
Obzor -> Постановление 30 мая 2003 г. N 105 о введении в действие санитарно-эпидемиологических правил и нормативов санпин 1333-03
Obzor -> 3 история открытия пцр и разработка метода пцр 7 Механизм полимеразной цепной реакции 9
Obzor -> Что нам даёт определение специфических IgG-антител к пищевым аллергенам


Поделитесь с Вашими друзьями:
1   ...   5   6   7   8   9   10   11   12   ...   17


База данных защищена авторским правом ©zodorov.ru 2017
обратиться к администрации

    Главная страница